بهینه سازی کالوس زایی و بازایی مستقیم گلرنگ با استفاده از قطعات ریشه، لپه و محور زیر لپه

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 پژوهشکده بیوتکنولوژِی کشاورزی ایران

2 پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی ایران، سازمان تحقیقات آموزش و ترویج کشاورزی، کرج، ایران

3 پردیس کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه تهران، گروه بیوتکنولوژی کشاورزی و منابع طبیعی

چکیده

گلرنگ یکی از گیاهان روغنی و سازگاریافته به شرایط سخت ایران است. ارقام زراعی زیاد و متنوعی از این گیاه در کشور وجود دارد. ارقام گلرنگ محتوای اسید چرب امگا6 بالایی دارند که نشاندهنده وجود مسیرهای پیشرفته ساخت اسیدهای چرب غیراشباع با زنجیره نسبتا بلند در این گیاه است. به همین دلیل است که این گیاه گزینه مناسبی برای مهندسی مسیرهای مختلف سنتز اسیدهای چرب زنجیره بلند شناخته میشود. کشت بافت پیش نیاز انجام مهندسی ژنتیک (متابولیت) در گیاهان است. بدین منظور در این تحقیق شرایط بهینه کشت بافت رقم گلمهر گلرنگ انجام شد. برای این منظور پاسخ به ساقهزایی سه ریزنمونه ریشه، محور زیرلپه و لپه بر روی محیط MS غنیشده با غلظتهای مختلف TDZ/NAA و Zeatin/NAA بررسی شد. سپس تیمارهای پرزایی (Multiplication) و طویلسازی ساقههای بازاشده اعمال و در نهایت تیمارهای مختلف ریشهزایی نوساقهها بررسی شد. بیشترین باززاییهای مشاهده شده 8/28%، 15/25 و 53/24% به ترتیب برای تیمارهای محور زیر لپه(TDZ=0.5,NAA=0)، ریشه (TDZ=0.5,NAA=2) و لپه (TDZ=0.5,NAA=2) بدست آمد. همچنین تیمار هورمونی BA(0.5mg/L)+Thiamin-HCl (4mg/L) توانست باعث پرزایی در ریزنمونههای باززا شده شود. به منظور افزایش باززایی ریزنمونههایی که کالوس داده بودند، تیمار هورمونی BA(1mg/L) + NAA (1mg/L) اعمال شد که این تیمار تاثیر معنیداری در باززایی ریزنمونههای کالوس داده نداشت. در این تحقیق نیز ریشهدهی نوساقهها با تیمارهای هورمونی مختلف با فراوانی کمتر از چهار درصد بدست آمد.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Callugenesis and direct regeneration optimization for root, cotyledon and hypocotyle explants of safflower

نویسندگان [English]

  • mohammad afsharshandiz 1
  • hasan rahnama 2
  • hossein azarnivand 3

1 Agricultural biotechnology research institue of iran

2 Iran Agricultural Biotechnology Research Institute, Agricultural Education and Promotion Research Organization, Karaj, Iran

3 Campus of Agriculture and Natural Resources, University of Tehran, Department of Agricultural and Natural Resources Biotechnolog

چکیده [English]

Safflower (Carthamus tinctorius) is one of the oil crops which well adapted to Iran's semi-hard land. High content of omega-6 fatty acids in safflower oils representing an advanced semi-long chain poly unsaturated fatty acid (SLC-PUFA) pathway in the plant, and make this plant as a suitable candidate for SLC-PUFA pathway engeeniring. Tissue culture optimization and plant regeneration is a prerequisite for any genetic engineering procedure. In this research, the optimisation of tissue culture of Golmehr cultivar was done. For this, regeneration of three explants include root, hypocotyle and cotyledon on MS riched by different concentration of TDZ/NAA and Zeatin/NAA was investigated. Shoot propagation, shoot elongation and root induction studied in the present work. Shoot regenerations were obtained in TDZ=0.5mg/L with 28.8%, TDZ=0.5mg/L+NAA=2mg/L with 25.15% and TDZ=0.5mg/L+NAA=2mg/L with 24.53% was obtained in hypocotyle, root and cotyledon explant respectively. The highest propagation was observed in BA=0.5mg/L+Thiamin-HCl=4mg/L treatment for regenerated explants. However, BA=1mg/L+NAA=1mg/L treatment have no significant effects on the regeneration of callus inducing explants. In this research, we obtain less than 4% rooting in shoots by hormonal treatment.

کلیدواژه‌ها [English]

  • regeneration
  • callugenesis
  • tissue culture
  • safflower
Basalma, D., Uranbey, S., Mirici, S., Kolsarici, O. (2008). TDZ×IBA induced shoot regeneration from cotyledonary leaves and in vitro multiplication in safflower (Carthamus tinctorius L.). African Journal of Biotechnology, 7 (8):960-966.

Belide, S., Hac, L., Singh, SP., Green, AG., Wood, C. (2011). Agrobacterium-mediated transformation of safflower and the efficient recovery of transgenic plants via grafting. Plant Methods, 7:12.

Fan, LJ., Guo, M. (2013). Progress of safflower (Carthamus tinctorius L.) regeneration through tissue culture. Journal of Medical Colleges of PLA, 28 (5):289-301.

Fan, LJ., Guo, M. (2014). Regeneration of Carthamus tinctorius from jimsar. Chinese Herbal Medicine, 6 (3):237-241.

George, L., Rao, PS. (1982). In vitro multiplication of safflower (Carthamus tinctorius L.) through tissue culture. Proc Indian Natn Sci Acad, 48:791-794.

Ghasempour, H., Soheilikhah, Z., Zebarjadi, AR., Ghasempour, S., Karimi, N. (2014). In vitro micro propagation, callus induction and shoot regeneration in safflower L. Cv. Leaf. Iranian Journal of Plant Physiology, 4 (2):999-1004.

Huang, J., Yang, J., Guan, L., Yi, S., Du, L., Tian, H., Guo, Y., Zhai, F., Lu, Z., Li, H., Li, X., Jiang, C. (2015). Expression of bioactive recombinant human fibroblast growth factor 10 in Carthamus tinctorius L. Seeds. Protein Expression and purification, http://dx.doi.org/10.1016/j.pep.2015.09.016.

Jimenez, VM., Bangerth, F. (2001). Endogenous hormone levels in explants and in embryogenic and non- embryogenic cultures of carrot. Physiol. Plant, 111: 389-395.

Kakaei, M., Mansouri, M., Abdollahi, MR., Moradi, F. (2013). Effect of NaCl induced osmotic stress on callus growth parameters of two safflower (Carthamus tinctorius L.) cultivars. International Journal of Agriculture and crop sciences, 6 (3):127-132.

Kumar, JV., Kumari, BR., Castano, E. (2008). Cyclic somatic embryogenesis and efficient plant regeneration from callus of safflower. Biologia Plantarum, 52 (3):429-436.

Kumar, S., Pandey, RK., Kumar, U. (2015). in-vitro callus induction from two different explants stem and leaf in Carthamus tinctorius Linn. European Journal of Experimental Biology, 5(2):1-4.

Mandal, AKA., Gupta, SD. (2003). Somatic embryogenesis of safflower: influence of auxin and ontogeny of somatic embryos. Plant Cell, Tissue Organ Culture, 72 (1):27-31.

Motamedi, J., Zebarjadi, A., Kahrizi, D., Salmanian, AH. (2011). In vitro propagation and Agrobacterium-mediated transformation of safflower (Carthamus tinctorius L.) using a bacterial mutated aroA gene. Australian Journal of Crop Science, 5 (4):479-486.

Murashige, T., Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bio-assays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, 15: 473–497.

Nikam, TD., Shitole, MG. (1999). In vitro culture of safflower L. cv. Bhima: initiation, growth optimization and organogenesis. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 55 (1):15-22.

Nikhil, M., Dudhare, MS., Jadhav, PV., Moharil, MP., Deshmukh, AG. (2014). In vitro shoot regeneration plantlet development in safflower (Carthamus tinctorius). The bioscan, 9 (2):551-555.

Patial, V., Krishna, R., Arya, G., singh, VK., Agrawal, M., Goel, S., Jagannath, A., Kumar, A. (2016). Development of an effecient, genotype independent plant regeneration and transformation protocol using cotyledonary nodes in safflower (Carthamus tinctorius). Journal of Plant Biocemistry and Biotechnology, 25 (4):421-432.

Prasad, BR., Khadeer, MA., Seeta, P., Anwar, SY. (1991). In vitro induction of androgenic haploids in safflower (Carthamus tinctorius L.). Plant Cell Report, 10 (1):48-51.

Radhika, K., Sujatha, M., Rao, T N. (2006). Thidiazuron stimulates adventitious shoot regeneration in different safflower explants. Biologia Plantarum, 50 (2):174-179.

Shilpa, KS., Kumar, VD., Sujatha, M. (2010). Agrobacterium mediated genetic transformation of safflower (Carthamus tinctorius L.). Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 103 (3):387-401.

Yang, J., Xiong, L., Li, T. (2009). The Effect of Phytohormones on safllower regeneration plant. Journal of Traditional Chinese Medecine, 32 (9):1335-1338.